UNIVERSIDADE FEDERAL DO AMAZONAS PRÓ-REITORIA DE PESQUISA E PÓS-GRADUAÇÃO DEPARTAMENTO DE APOIO À PESQUISA PROGRAMA INSTITUCIONAL DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA DIAGNÓSTICO DE SANIDADE DE TARTARUGA-DA- AMAZÔNIA (Podocnemis expansa, SCHWEIGGER, 1812) EM CATIVEIRO NO ESTADO DO AMAZONAS Voluntária: Natasha Nascimento Tuma Manaus 2010 2 UNIVERSIDADE FEDERAL DO AMAZONAS PRÓ-REITORIA DE PESQUISA E PÓS-GRADUAÇÃO DEPARTAMENTO DE APOIO À PESQUISA PROGRAMA INSTITUCIONAL DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA RELATÓRIO PARCIAL PIB A0041/2009 DIAGNÓSTICO DE SANIDADE DE TARTARUGA-DA- AMAZÔNIA (Podocnemis expansa, SCHWEIGGER, 1812) EM CATIVEIRO NO ESTADO DO AMAZONAS Voluntária: Natasha Nascimento Tuma Orientador: Prof. MSc Paulo Cesar Machado Andrade Manaus 2010 3 UNIVERSIDADE FEDERAL DO AMAZONAS PRÓ-REITORIA DE PESQUISA E PÓS-GRADUAÇÃO DEPARTAMENTO DE APOIO À PESQUISA PROGRAMA INSTITUCIONAL DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA RELATÓRIO PARCIAL PIB A0041/2009 ________________________________________ Voluntária: Natasha Nascimento Tuma ________________________________________ Orientador: Prof. Paulo Cesar Machado Andrade Manaus 2010 4 LISTA DE FIGURAS Figura 1 Tartaruga-da-Amazônia (Podocnemis expansa) ............................................. 10 Figura 2 Demonstração do método de TAC, para determinação da idade de quelônios, a partir da escama da carapaça. Fonte: Dantas, 2009. .................... 14 Figura 3 Parte do trato digestório de Podocnemis expansa infestado por parasitas da classe Trematoda. Fonte: Visvanata, 2010. ..................................................... 18 Figura 4 Larvas de nematodas encontradas no trato digestivo de tartaruga (Podocnemis expansa) de criadores comerciais do estado do Amazonas, Fonte: Tuma 2010. ........................................................................................... 20 Figura 5 Parasitas do gênero Camallanus sp encontrados no trato digestório de tartarugas (Podocnemis expansa) do estado do Amazonas, Fonte: Tuma, 2010. ................................................................................................................ 21 Figura 6 Vista inferior dos parasitas da classe Trematoda encontrado no trato digestório de Podocnemis expansa. Fonte: Tuma, 2010. ................................ 21 Figura 7 Nematoda encontrado no trato digestivo de Tartaruga (Podocnemis expansa). Fonte: Tuma, 2010. ................................................... 22 Figura 8 Exemplares de fungos encontrados na carapaça de Podocnemis espansa. Fonte: Tuma, 2010. .......................................................................................... 23 Figura 9 Exemplares de fungos encontrados em ovos de Podocnemis expansa. Fonte: Tuma, 2010. ..................................................................................................... 23 Figura 10 Tartaruga (Podocnemis expansa) contaminada pelo fungo Aspergillus Níger. Fonte: Andrade, 2009. .......................................................................... 24 Figura 11 Exemplar de bactérias encontradas na carapaça de Podocnemis expansa. Fonte: Tuma, 2010. ......................................................................................... 24 5 LISTA DE TABELAS Tabela 1 Descrição dos criatórios de Podocnemis expansa avaliados. .......................... 13 Tabela 2 Percentual de parasitas (%) encontrados em tartarugas (Podocnemis expansa), de diferentes categorias de idade, sexo e tamanho criadas em cativeiro na Amazônia Central. ....................................................................... 19 Tabela 3 Porcentagem de animais contaminados por endoparasitas, presentes em diferentes partes do trato digestório de Podocnemis expansa de criação em cativeiro no estado do Amazonas. ................................................................... 19 Tabela 4 Índices parasitários de tartaruga-da-amazônia (Podocnemis expansa) de criadores comerciais do estado do Amazonas. ................................................ 22 6 SUMÁRIO 1 INTRODUÇÃO .......................................................................................... 7 2 OBJETIVO ................................................................................................. 9 2.1 Objetivo Geral .............................................................................................. 9 2.2 Objetivos Específicos ................................................................................... 9 3 REVISÃO BIBLIOGRAFICA ..................................................................... 10 3.1 Tartaruga-da-Amazônia................................................................................ 10 3.2 Criação em Cativeiro .................................................................................... 11 3.3 Infestação Parasitaria ................................................................................... 12 4. MATERIAIS E MÉTODOS ........................................................................ 13 4.1 Área de Estudo .................................................................................. 13 4.2 Coletas das Amostras ................................................................................... 14 4.3 Metodologia da Análise Parasitológica ........................................................ 15 4.3.1 Endoparasitas ............................................................................................... 15 4.3.2 Microbiologia ............................................................................................... 15 4.3.3 Micologia ..................................................................................................... 15 4.4 Parâmetros Hematológicos ........................................................................... 16 4.5 Análise Estatística ........................................................................................ 17 5 RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................................................. 18 5.1 Parasitológia de Endoparasistas. .................................................................. 18 5.2 Microbiologia e Micologia ........................................................................... 23 5.3 Parâmetros Hematológicos ........................................................................... 25 6 CONCLUSOES ............................................................................................ 26 7 REFERÊNCIAS ......................................................................................... 27 8 CRONOGRAMA DE ATIVIDADES ....................................................... 29 7 1. INTRODUÇÃO Os quelônios do gênero Podocnemis são animais endêmicos das bacias do Amazonas, do Orinoco e do Araguaia e historicamente ligados aos hábitos culturais das populações humanas locais, que utilizam a carne, a gordura e seus ovos como fontes de alimento (Smith, 1979). Segundo informações obtidas na literatura, bem como nos documentários de Silvino Santos, pioneiro no registro cinematográfico da história e da cultura do Amazonas (Souza, 1999), as populações desses quelônios eram enormes e se distribuíam ao longo de toda a região amazônica. Entretanto, dois séculos de intensa exploração foram suficientes para causar uma diminuição significativa das populações naturais e, em alguns locais, o desaparecimento completo desses animais, principalmente da tartaruga-da-amazônia, Podocnemis expansa (Alho et al., 1979; Smith, 1979). Apesar do quadro alarmante que se estabeleceu no início do século passado, pouca atenção foi dada ao problema, até 1982, quando o antigo Instituto Brasileiro de Desenvolvimento Florestal (IBDF), hoje IBAMA (Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis), passou a incentivar a criação da tartaruga em cativeiro no estado do Amazonas, como forma de atenuar a pressão exercida pela captura ilegal de exemplares da espécie na natureza (Alho et al., 1979; Smith, 1979). Essa iniciativa se deu através do fornecimento de tartarugas recém-eclodidas, oriundas dos tabuleiros naturais da Reserva Biológica do Abufari (Tapauá, AM) e do rio Branco (RR), para serem criadas em cativeiro em diversas fazendas credenciadas naquela Instituição. A Universidade do Amazonas (UFAM) iniciou em 1997, o projeto “Estudos de Zootecnia, Biologia e Manejo de Animais Silvestres para a Região Amazônica" e em 1998, o “Diagnóstico da Criação de Animais Silvestres no Estado do Amazonas”, em parceria com o IBAMA e apoio do CNPq. Em visitas bimestrais aos produtores, os pesquisadores passaram a monitorar, tecnicamente, os criadouros, repassando, simultaneamente, os resultados das pesquisas que estavam realizando, o que permitiu um grande avanço da criação de animais silvestres no Estado. 8 No Estado do Amazonas já encontram-se registrados 85 criadouros de tartaruga, com um total de 350.000 animais em cativeiro, em Manaus, 21,66%, Manacapuru, 21,66%, Itacoatiara, 21,7%, Iranduba, 4,7%, Rio Preto da Eva, 21,66%, Lábrea, 4,7%, São Gabriel da Cachoeira, 2% e Urucará, 2% (Andrade et al. 2008). Existem 6 restaurantes e 2 supermercados para a venda de carne de animais silvestres (Andrade, 2004). Nas criações em cativeiro as condições impostas ao animal são diferentes daquelas encontradas nos ambientes naturais podendo ser desfavoráveis. Segundo Menezes (2000) animais mais jovens e aqueles que vivem em cativeiro normalmente são os mais susceptíveis a doenças, apresentando maiores índices de mortalidade. No cativeiro, dependendo das condições ambientais e de higiene, os quelônios estão propensos a surtos de doenças infecciosas e parasitárias (Fowler, 1986). Nesse sentido, é imprescindível que sejam disponibilizadas aos criadores de quelônios informações técnicas de manejo e científicas relacionada a densidade de estocagem, engorda, padrão das instalações e, principalmente, informações ligadas ao comportamento e às respostas funcionais que esses animais manifestam nos ambientes de criação em relação à temperatura e qualidade físico-química da água, além da presença de parasitoses, de ocorrência comum nos ambientes de criação. Esses fatores em conjunto podem desencadear respostas negativas no processo de adaptação e no crescimento dos quelônios e, em médio e longo prazo, podem se traduzir no insucesso dessa atividade de agronegócio, ao considerar-se a relação custo/benefício. 9 2. OBJETIVOS 2.1. Objetivo Geral Diagnosticar os principais problemas de sanidade e sua influência sobre a produtividade de tartarugas (Podocnemis expansa) manejada em Cativeiro. 2.2. Objetivos específicos a) Analisar o conteúdo gastrointestinal de tartarugas abatidas e determinar os tipos de endoparasitas e o nível de infestação. b) Avaliar as tartarugas vivas oriundas de criadores comerciais quanto a presença de endo e ectoparasitas. c) Analisar o material microbiológico da coacla, muco da pele, secreções das lesões, e também, da saliva na cavidade oral de tartarugas de criadores comerciais. d) Analisar os parâmetros hematológicos das tartarugas sãs e enfermas oriundas de criadouros comerciais. e) Avaliar a relação das condições da criação (densidade de estocagem, alimentação e parâmetros da água) com os possíveis problemas de sanidade enfrentados pelos criadouros comerciais. 10 3. REVISÃO BIBLIOGRAFICA 3.1 Tartaruga-da-Amazônia (Podocnemis expansa Schweigger, 1812) Podocnemis expansa (Figura 1), dentro da ordem dos quelônios, pertence à subordem Pleurodira, que são as espécies que retraem a cabeça e o pescoço lateralmente e se colocam sob a margem da carapaça, além de possuírem a pelve unida ao plastrão. Por fim, pertence à família Podocnemidae (Pritchard & Trebbau, 1984). Figura 1: Tartaruga-da-Amazônia (Podocnemis expansa) Distribuídas apenas no hemisfério sul, como todas as espécies da família, ocorrem nos rios da Colômbia, Venezuela, Guiana, leste do Equador, nordeste do Peru, norte da Bolívia e norte e centro-oeste do Brasil (Iverson, 1992), habitando estes grandes rios e seus tributários de águas claras ou escuras, além de lagoas e lagos adjacente a estes rios (Ernst & Barbour, 1989). É o maior quelônio fluvial da América do Sul e o mais consumido comercialmente (Vogt, 2008), podendo atingir mais de 80 cm de comprimento e pesar 60 kg (Ernst & Barbour, 1989; Pritchard, 1979). A cabeça é marrom acinzentada e apresenta manchas amarelas nos animais jovens. Essas manchas ocorrem nos escudos interparietais, um em cada lado da cabeça, e desaparecem nas fêmeas ou desbotam e escurecem nos machos com a idade. As mandíbulas são marrom claro e o queixo é amarelo, com a presença de duas barbelas. O pescoço é acinzentado dorsalmente e amarelo ventralmente, com pequenas escamas arredondadas ou 11 tubérculos na sua superfície dorsal. As patas são cobertas com pele rugosa e possuem cinco garras firmes e resistentes nas patas dianteiras e quatro garras nas patas traseiras. Os membros são acinzentados, com duas ou três escamas mais largas ocorrendo na margem posterior das patas traseiras. A carapaça é baixa e tectiforme em filhotes e jovens e fortemente aplainada em adultos, com coloração marrom acinzentado para preto. O plastrão é cinza claro em filhotes, com alguns pigmentos escuros em recém nascidos. A carapaça é formada por 48 ossos e 37 placas córneas epidérmicas e o plastrão é composto por nove ossos e 13 placas córneas epidérmicas (Ernst & Barbour, 1989; Reva et al., 1989; Pritchard & Trebbau, 1984). Os machos tendem a manter as marcas de quando jovens na cabeça, possuem a cauda mais longa e mais grossa, com a abertura localizada mais distalmente, e apresentam a carapaça quase circular. São consideravelmente menores que as fêmeas (50 cm de carapaça para os machos e 80 cm para as fêmeas) e possuem a extremidade posterior da placa caudal mais larga, na forma de U, em relação às fêmeas, que apresentam as placas angulares, na forma de V (Pritchard & Trebbau, 1984). A Tartaruga-da-Amazônia é um animal onívoro oportunista, predominantemente herbívoro. Possuem uma ampla alimentação incluindo frutos, flores, sementes, talos, raízes e folhas arbóreas e herbáceas, além de insetos, crustáceos, moluscos e peixes (Luz, 2005). Segundo Molina & Rocha (1996), são predominantemente herbívoras na natureza, aceitando carne e peixe em cativeiro. Para Ernst & Barbour (1989), são predominantemente herbívoras, comendo frutos, flores, raízes e plantas aquáticas, e aceitando carne e peixe em cativeiro. 3.2 Criação em cativeiro Na Amazônia a fauna silvestre é bastante apreciada na culinária local e algumas vezes representa as poucas chances de sustento na região, as espécies amazônicas sempre sofreram intensa pressão antrópica. Os quelônios amazônicos estão entre os animais que mais sofreram esta intervenção, a Tartaruga-da-Amazonia (Podocnemis expansa) é a representante da ordem mais procurada pelos caçadores, ribeirinhos e indígenas (Andrade, 2004). Nas áreas devastadas, a produção de animais silvestres em cativeiro é apontada como uma alternativa racional para o aproveitamento desses recursos naturais. Além disso, essas criações facilitam a obtenção de dados biológicos para o entendimento dessas espécies, podendo gerar tecnologias para o repovoamento de áreas onde esses animais já foram extintos, servindo também como local para programas de educação ambiental (Duarte, 1998; Nogueira Filho, 1996). 12 A criação comercial de quelônios amazônicos foi normalizada pelas Portarias 142-N de 30 de dezembro de 1992 (criação em cativeiro de Podocnemis expansa e P. unifilis) e 070 de 23 de agosto de 1996 (comercialização de produtos e subprodutos de P. expansa e P. unifilis). Desse modo, 10% dos filhotes produzidos em áreas naturais de desovas foram disponibilizados para a criação em cativeiro e a comercialização somente pode ser efetuada com animais a partir de 1,50 kg de peso vivo, porém a demanda por filhotes para criação é elevada e o Ibama não consegue atender a todos os interessados em criar esses animais, pois não há números suficientes de tabuleiros protegidos (Andrade et al, 2008). A criação comecial de quelonios ainda não consegue suprir a demanda local e ainda possui um custo elevados. (Andrade et al, 2008). Apesar da rusticidade dos animais as tecnologias para o sucesso dessa criação ainda não estão bem definidas. 3.3 Infestação Parasitaria O parasitismo é conhecido como a associação entre os seres vivos, existindo benefícios para um dos lados e malefícios para o outro. O endoparasito é o que vive dentro do corpo do hospedeiro e o ectoparasito é o que vive externamente ao corpo do hospedeiro (Neves, 2005). Os animais mais jovens e aqueles que vivem em cativeiro normalmente são os mais susceptíveis a doenças, apresentando maiores índices de mortalidade (Menezes, 2000). No cativeiro, dependendo das condições ambientais e de higiene, os quelônios estão propensos a surtos de doenças infecciosas e parasitárias (Fowler,1986). De acordo com Lawrence e Needham (1985) apud Ribeiro (2003), dentre as principais patologias que acometem os quelônios, podemos citar as afecções hepáticas de etiologias variadas, rinites, pneumonias e broncopneumonias infecciosas, enteroparasitoses e hemoparasitoses as quais podem ser responsáveis por certo grau de anemia e até mesmo a morte. Uma das mais freqüentes causas de doenças ou processos patológicos entre as tartarugas, estão as péssimas condições de manejo, a que na maioria das vezes são submetidas. As enteroparasitoses e hemoparasitoses podem ser responsáveis por certo grau de anemia e até mesmo a morte. São inúmeras as espécies de parasitas que acometem o sangue e o tubo digestivo dos quelônios, entre os quais destacam-se protozoários, helmintos e acantocéfalos, sendo que alguns destes podem determinar patologias graves nos animais (Bourdeau,1989). Apesar da ocorrência de parasitos em quelônios, existe uma escassez de dados destes animais da fauna brasileira (Oliveira, 2005). 13 4. MATERIAIS E MÉTODOS 4.1. Área de Estudo Para a realização da pesquisa foi necessário estabelecer um acompanhamento dos criatórios comerciais, devidamente registrados pelo IBAMA, por um período de um ano, abrangendo as distintas fases de produção e reprodução, levando-se em consideração o regime dos rios. As visitas de acompanhamento aos criadores foram em três períodos: durante a cheia, em abril; no período de reprodução, que ocorre nos meses de agosto e setembro; e também no período de eclosão, que acontece em dezembro. Os criatórios localizam-se em 5 municípios de acordo com a tabela 1. Tabela 1: Descrição dos criatórios de Podocnemis expansa avaliados. Propriedades Localização Reprodutores Razão Sexual 1 Nossa Sra. Aparecida Km 26, AM 070, Ramal 2,5 Pico Bela Vista, Iranduba/AM. 287 7:1 2 São Francisco Rodovia Manuel Urbano, km 70, Manacapuru/AM. 506 5:1 3 Fazenda Águas Claras / Agrotec Rodovia Manuel Urbano, km 66, Manacapuru/AM. 300 - 4 Fazenda Coco Laca Rodovia Manuel Urbano, km 69, Manacapuru/AM. 600 3:1 5 Fazenda do Riacho Rodovia Am-010, km 50, ZF-1, Km 7 460 1,3:1 6 Sítio Karina Rodovia AM 010, Km 188, Itacoatiara/AM. 400 2:1 7 Balneário 3 irmãos Rodovia Manuel Urbano, km 25, Iranduba/AM. 10 1:2 8 Seringal 25 de Dezembro Margem esquerda Rio Solimões, Lago do Calado, Manacapuru/AM. 344 13:1 9 CPPQA (Centro de Pesquisa e Preservação de Quelônios Aquáticos)- UHE Balbina UHE- Balbina, Presidente Figueiredo – AM 683 1:1 14 4.2. Coletas das Amostras As visitas aos criadores consistiam na captura de 30 exemplares de tartaruga, os quais eram observados, e medidos considerando dados biométricos como peso, largura e comprimento da carapaça, largura e comprimento do plastrão e altura. Também foi estimada a idade desses animais a partir do número de anéis existentes nas escamas da carapaça, método descrito por TCA (1997) demonstrado na figura 1, abaixo. Estão sendo realizadas as coletas de sangue para as analises dos parâmetros hematológicos. Realizou-se a coleta de material microbiológico da cloaca dos animais, do muco da pele, e também, da saliva na cavidade oral. A aquisição do material microbiológico ocorreu por meio de Swab, que consiste em uma haste longa com pontas de algodão. Utilizou- se coletores universais para o armazenamento do material coletado. Os animais com ulcerações na carapaça e/ou plastrão foram isolados e deixados em recipiente com pouca água, para manter o local da lesão seco. Realizou-se a raspagem no local e o material biológico foi recolhido e armazenado em placas de Petri, para constatação de contaminação bacteriana e análise micótica. Após a raspagem e coleta foi aplicado iodo e colocado unguento no local da lesão. Foi realizado o monitoramento dos ninhos de tartarugas dos criatórios. E foram coletados matérias dos ninhos que sofreram contaminação. Os animais doados pelos criatórios comerciais foram abatidos junto ao Projeto Bajaquel, o conteúdo gastro-intestinal desses animais foi coletado para a realização da analise parasitológica. Figura 2: Demonstração do método de TAC, para determinação da idade de quelônios, a partir da escama da carapaça. Fonte: Dantas, 2009. 15 4.3. METODOLOGIA DA ANÁLISE PARASITOLÓGICA 4.3.1. Endoparasitas Após o abate das tartarugas realizou-se a analise visual das vísceras e a coleta do conteúdo do trato digestório de 32 animais, sendo estes 18 fêmeas e 14 machos. Os órgãos analisados foram o estômago, intestino delgado e intestino grosso, dos três órgãos foram coletados amostras do conteúdo interno. O conteúdo gastrointestinal e os parasitas encontrados foram conservados em MIF, formol 10% ou álcool 70%. E foram separados por classe e por localização no trato digestório. Após sua sedimentação espontânea (método de Lutz), foi realizada a leitura em lupa e microscópio. A leitura foi realizada em aumento de 100X e detalhada em aumento de 400X. Os parasitas foram identificados segundo as suas características morfológicas, como forma do corpo e do aparelho bucal. Após a identificação dos diferentes tipos de parasitas encontrados, foram calculados os índices parasitários segundo um método quantitativo (Bush et al, 1997). 4.3.2. Microbiologia Os isolados bacterianos serviram de base para um levantamento sobre os principais grupos de bactérias presentes em ambientes de cultivo, que são potencialmente patogênicos. O isolamento, purificação, identificação das bactérias e antibiogramas será realizado através de meios de cultura Agar Extrato de Levedura (COSTA et al., 1998) e o Agar Triptona Soja (TSA) (EMILIANI et al., 1978) e as placas são incubadas segundo as indicações de Emiliani (1981). As bactérias presentes são purificadas de acordo com a metodologia de Cardoso et al., 1989. A identificação das bactérias isoladas serão de acordo com as recomendações internacionais da American Society of Microbiology, contidas em Holt et al., (1995). Os padrões de sensibilidade e resistência a antibióticos (antibiograma) serão determinados pelo método de difusão em discos de Kirby-Bauer, descrito por Stukus (1997). Para preservação das bactérias estão sendo utilizados os métodos de preservação descritos por Muro e Luchi, 1989. As bactérias para estudo após isolamento purificação e identificação são mantidas em meio de cultura líquido, suplementado com 10% glicerina em tubos seminais identificados com etiquetas e guardados em freezer, conforme técnicas de preservação descritas por Muro e Luchi, (1989). Todas as bactérias identificadas são registradas em um livro-controle. 16 As normas de segurança de manipulação das bactérias obedecem às normas de segurança internacionais recomendadas por Barkley e Richardson (1991). 4.3.3. Micologia Realizou-se analise micológica do material oriundo dos animais com ulcerações na carapaça e/ou plastrão e dos ovos coletados dos ninhos contaminados, ambos armazenados em placas de Petri. O material coletado foi analisado no laboratório de Micologia, localizado no Bloco D do setor Sul da Universidade Federal do Amazonas. O material passou pelo processo de desinfecção superficial com hipoclorito de sódio e álcool 70% (Pereira et al., 1993, Araújo et al., 2001). Adotou-se a técnica contida no manual de Araújo et al., 2002. Após a desinfecção utilizou-se a técnica dos cinco pontos para flertar o material em placas de Petri contendo o meio de cultivo denominado Agar Sabouraud (Lacaz,1991), para ocorrer a germinação dos fungos. Assim que os fungos germinaram foram isolados em placas de Petri contendo Agar Sabouraud. Sendo que cada tipo de fungo aparentemente diferente foi isolado em placas individuais. O cultivo foi transferido para um tubo contendo Agar Sabouraud, para poder ser realizado o preparo das placas para a identificação das estruturas reprodutivas dos fungos, e verificação de pureza do material. Foi realizado o macro cultivo e micro cultivo das culturas, e as informações coletadas durante o desenvolvimento das colônias serviram para a identificação dos fungos. 4.4. Parâmetros Hematológicos Realizou-se a coleta das amostras de sangue após a captura dos animais, os quelônios foram retirados da água e rapidamente imobilizados, por viração. Respeitando o período de tempo de 2 a 5 minutos para cada animal, pois a partir desse período os hormônios de estresse começam a exercer seus efeitos, que resultam em alterações nas propriedades do sangue do animal. A punção do sangue foi realizada a partir da veia femoral, utilizando seringas plásticas descartáveis (volumes de 3 ml), contendo heparina ou liquemina como substâncias anticoagulantes. Conservou-se o sangue constantemente em gelo, pois a baixa temperatura deprime o funcionamento das células e contribui para preservar a composição química e hematológica do sangue. As técnicas para avaliação do hemograma foram baseadas na análise de algumas propriedades do sangue que incluem o hematócrito (Ht), a concentração de hemoglobina (Hb) e o número de células vermelhas presentes no sangue (NE). Hematócrito (Ht): a proporção relativa (%) dos eritrócitos presentes no sangue é determinada de acordo com o método que emprega o uso de tubo capilar (75 mm x 1 mm) de 17 vidro, no qual um volume qualquer de sangue total é introduzido e centrifugado a 10.000 rpm, durante 5 minutos. Concentração de hemoglobina sangüínea (Hb): é determinada por meio de uso de um método colorimétrico que emprega o uso de um reativo de cor especial (reagente de Brabkin) que reage diretamente com a hemoglobina presente no sangue. Com o uso do aparelho denominado espectrofotômetro (que mede a intensidade de luz que passa pela solução de cor contendo hemoglobina), é possível quantificar a concentração (expressa em g/dl) desse pigmento, que tipicamente tem a coloração vermelha. Contagem do número de eritrócitos (NE): a contagem do número total de células vermelhas presentes no sangue é realizada pelo método de leitura em microscópio óptico, a partir da diluição de uma amostra de sangue total (10 ml) em 2 ml de solução de formol-citrato (citrato de sódio e formol), utilizando a câmara de Neubauer, uma placa de vidro dividida em quadros milimétricos, nos quais as células são contadas. O resultado da contagem é expresso em milhões de eritrócitos (NE) por milímetro cúbico (106/mm3) de sangue. Índices hematimétricos: o volume corpuscular médio (VCM), a hemoglobina corpuscular média (HCM) e a concentração de hemoglobina corpuscular média (CHCM) são facilmente calculados a partir das relações entre os valores obtidos para os parâmetros do sangue, citados acima, por meio das seguintes equações: VCM (µm3) = (Ht / nº de eritrócitos) x 10, HCM (pg) = ([Hb] / nº de eritrócitos) x 10, CHCM (%) = ([Hb] / Ht) x 100. 4.5 Análise Estatística Os dados obtidos serão agrupados em um delineamento blocos casualizados com análise de variância conjunta (Anova), onde os blocos serão cada criatório e as causas de variação as diferentes categorias de cada animal abatido (Sokal & Rolfh, 1990; Ferreira 1991). Cada animal será considerado uma repetição. Como será trabalhado com índices e estimadores não lineares, os dados originais sofrerão a transformação indicada pelo teste box-cox (sistema de análises SAS), para atenderem as exigências de normalidade das variáveis da Anova. Será aplicado, também, o teste não-paramétrico de Kruskall-Wallis para a comparação de entre as categorias dois a dois e o teste de Friedman, para os dados agrupados em blocos. Em seguida, verificar-se-á a correlação das variáveis com as causas de variação (castrado ou não; idade; sexo; tamanho), caso seja encontrada correlação de Pearson significativa, através do programa Minitab e SAS, testaremos qual melhor modelo de regressão para as causas de variação continuas. 18 Figura 3: Parte do trato digestório de Podocnemis expansa infestado por parasitas da classe Trematoda. Fonte: Visvanata, 2010. 5. RESULTADOS E DISCUSSÃO 5.1. Parasitológia de Endoparasistas Dos 32 animais abatidos foram analisadas amostras de cada parte do trato digestório, a Figura 3 representa uma parte do trato digestório de um animal com alto índice de infestação parasitaria. O material coletado foi dividido quanto a sua localização no trato digestório, idade e sexo dos hospedeiros (Tabela 2). Após a triagem do material foi detectado que do total de animais analisados 84,4% estavam parasitados. A região mais parasitada foi o estômago. Sendo que o maior número de animais parasitados foram os da idade de 9 a 12 anos, conforme a Tabela 2. 19 Tabela 2. Percentual de parasitas (%) encontrados em tartarugas (Podocnemis expansa), de diferentes categorias de idade, sexo e tamanho criadas em cativeiro na Amazônia Central. Idade 5 anos 6-8 anos 9-12 anos Sexo Macho Fêmea Macho Fêmea Macho Fêmea Estômago 7,7 7,7 23,1 15,4 15,4 30,8 Intestino Delgado 7,7 23,1 7,7 Intestino Grosso 7,7 23,1 7,7 Os ovos e larvas de parasitas encontrados no trato gastrointestinal foram classificados quanto ao local parasitado e o tipo de parasita (filo, classe, família e/ou gênero), conforme a Tabela 3 abaixo. Tabela 3: Porcentagem de animais contaminados por endoparasitas, presentes em diferentes partes do trato digestório de Podocnemis expansa de criação em cativeiro no estado do Amazonas. (%). Imagem Estomago Intestino Delgado Intestino Grosso Família Oxyuroidea Gênero Oxyuris 9,4% Família Oxyuroidea Gênero Oxyuris 28,1% 12,5% Família Oxyuroidea 12,5% Larvas de Nematoda 78,1% 6,3% 20 Dos animais analisados 84,4% estavam parasitados por larvas de nematóides (Figura 4), sendo o estômago a região mais contaminada com 78,1% dos animais. Além das larvas e ovos, foram encontrados parasitas do gênero Camallanus sp , Spirocamiallanus sp e da Classe Trematoda. Os parasitas Camallanus sp. (Figura 5) encontrados no trato digestório, foram identificados pelo formato do corpo e aparelho bucal. . Vicente et al. (1993) também encontrou parasitas desse gênero em tartarugas do estado do Pará.São parasitas pertencentes a superfamília Camallanoidea, os quais segundo Vicente et al. (1993) possuem boca alongada dorso ventralmente. Possuem cápsula bucal quitinosa, contínua ou consistindo de duas válvulas laterais em forma de concha. O esôfago é composto de uma porção muscular anterior e uma longa porção glandular posterior. O macho possui a extremidade posterior curvada ventralmente e possui asas caudais. Possuem número variáveis de papilas caudais, a maioria é pedunculada e projetando-se dentro das asas. Os espículos desiguais e dissemelhantes. As fêmeas possuem vulva próxima ao meio do corpo e são vivíparas. São parasitas de animais heterotérmicos. Figura 4: Larvas de nematodas encontradas no trato digestivo de tartaruga (Podocnemis expansa) de criadores comerciais do estado do Amazonas, Fonte: Tuma 2010. 21 Figura 6: Vista inferior dos parasitas da classe Trematoda encontrado no trato digestório de Podocnemis expansa. Fonte: Tuma, 2010. Os parasitas da classe Trematoda, ilustrados na Figura 6, foram encontrados fixados na parede do estômago de um dos quelônios. Estes parasitas apresentam órgãos de fixação representados por uma ou duas ventosas, com forma de um disco ventral. O material aguarda uma identificação mais especifica. Figura 5: Parasitas do gênero Camallanus sp encontrados no trato digestório de tartarugas (Podocnemis expansa) do estado do Amazonas. 22 Figura 7: Nematoda encontrado no trato digestivo de Tartaruga (Podocnemis expansa). Fonte: Tuma, 2010. A Tabela 4, abaixo, demonstra os índices parasitários de tartaruga-da-amazônia de criação de cativeiro do estado do Amazonas. Os índices analisados foram Prevalência, Intensidade Média e Abundancia. Tabela 4: Índices parasitários de tartaruga-da-amazônia (Podocnemis expansa) de criadores comerciais do estado do Amazonas. Parasita Prevalencia (%) Intensidade Média Abundancia Camallanus sp 15,625 8,8 0,275 Spirocomiallanus sp 3,125 6 0,1875 Familia Oxyuroidea* 62,5 - - Trematoda 12,5 5 0,15625 Larvas de Nematoda 84,375 - - Foi encontrado um nematóide (Figura 7) fixado a parede do intestino de uma das tartarugas abatidas. O parasita foi enviado para um laboratório especializado em classificação de nematóides, porém ainda não foi concluída a identificação do gênero e espécie. 23 5.2 Microbiologia e Micologia Foram coletadas 13 (treze) amostras de fungos diferentes, sendo 4 provenientes de escama de tartaruga e 9 provenientes de ovos de tartaruga, ilustrados respectivamente nas Figuras 8 e 9. Figura 9: Exemplares de fungos encontrados em ovos de Podocnemis expansa. Fonte: Tuma, 2010. Figura 8: Exemplares de fungos encontrados na carapaça de Podocnemis espansa. Fonte: Tuma, 2010. 24 Após o isolamento e o cultivo dos materiais coletados das lesões da carapaça das tartarugas, foram identificados os fungos Aspergillus niger, Scedosporium, Scedosporium prolificano, Dematiaceo. Os ovos estavam contaminados pelos fungos Dematiaceo, Papulospora, Scedosporium, Scedosporium apiospersmum e Ascomiceto O animal contaminado pelo fungo Aspergillus níger, ilustrado na Figura 10, foi tratado com iodo e uguento, primeiro foi realizada a raspagem da região afetada, depois foi aplicado o medicamento, o animal ficou isolado e ficou em local seco, para melhor eficácia do tratamento. Além dos fungos presentes na carapaça das tartarugas, foi detectado a presença de bactérias, conforme ilustra a Figura 11. Por não haver especialistas disponíveis para a analise da amostra o material aguarda identificação quanto ao tipo de especifico de bactéria. Figura 11: Exemplar de bactérias encontradas na carapaça de Podocnemis expansa. Fonte: Tuma, 2010. Figura 10: Tartaruga (Podocnemis expansa) contaminada pelo fungo Aspergillus Níger. Fonte: Andrade, 2009. 25 5.3. Parâmetros Hematológicos Independentemente do local de coleta (criadouros) não há efeito do tamanho do animal (peso) sobre a concentração de íons (Na+, K+, Ca++ e Mg++) e metabólitos do plasma (glicose, triglicerídeos, colesterol e uréia). De igual modo, não existem diferenças entre machos e fêmeas em relação à concentração dos eletrólitos (Na+, K+, Ca++ e Mg++), glicose e uréia. Porém, as fêmeas possuem valores de triglicerídeos (210,2±49,9 mg/dL) mais elevados (P<0,05) que os machos (37,4±12,8 mg/dL). O mesmo padrão foi observado nos teores de colesterol; as fêmeas tendem a possuir maiores valores de colesterol (139,1±19,6 mg/dL) que os machos (76,1±11,9 mg/dL). Observou-se assim que os teores de lipídeos (triglicerídeos e colesterol) sofrem forte influência do sexo. Provavelmente, estas diferenças estão relacionadas às características reprodutivas. Fêmeas mobilizam lipídeos e os alocam para o vitelo e/ou biossíntese dos hormônios reprodutivos (Thompson et al. Comp. Biochem. Physiol., 123A:75-84, 1999). As análises dos parâmetros hematológicos não foram concluídas, pois as amostras encontravam-se no laboratório do Bloco D da Universidade Federal do Amazonas, cujo responsável é o Prof. Dr. Wallice P. Duncan do Departamento de Morfologia da mesma universidade, onde ocorreu um incêndio danificando os materiais de pesquisa existentes no local, impossibilitando o andamento da pesquisa, sendo necessário realizar novas coletas para as futuras analises. 26 6. CONCLUSÕES - A maior contaminação de endoparasitas de Podocnemis expansa foi no estômago. - A maior porcentagem dos parasitas foi de larvas de nematóides. - Parasitas naturais desses animais também são encontrados no cativeiro, como o do gênero Camallanus sp. - Animais de 5 a 8 anos não apresentaram contaminação nos intestinos. - As fêmeas apresentaram maior índice de infestação parasitaria que os machos. - Não existe efeito do tamanho (peso) do animal sobre a concentração de eletrólitos e dos metabólitos plasmáticos. - Os teores de lipídeos (triglicerídeos e colesterol) sofrem forte influência do sexo. 27 7. REFERÊNCIAS ALHO, C. J. R.; CARVALHO, A. G.; PÁDUA, L. F. M. Ecologia da tartaruga da Amazônia e avaliação de seu manejo na reserva biológica do Trombetas.Brasil Florestal, v. 9, n. 38, p. 29-37, 1979. ANDRADE, P.C.M. 2004. Criação e Manejo de Quelônios no Amazonas.Projeto Diagnóstico da Criação de Animais Silvestres no Estado do Amazonas. IBAMA/UFAM/SDS. Manaus. 492 p. 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Zool. 10 (1):19-168. 29 8. CRONOGRAMA DE ATIVIDADES Nº Descrição Ago 2009 Set Out Nov Dez Jan 2010 Fev Mar Abr Mai Jun Jul 1 Revisão de literatura R R R R R R R R R R R R 2 Coleta e Análise de Material Parasitológico R R R R 3 Biometria dos Quelônios R R R R 4 Visita aos criadouros comerciais R R R R 5 Análise dos dados R R R R R R 6 - Elaboração do Resumo e Relatório Final - Preparação da Apresentação Final para o Congresso R